DSS 诱导小鼠结肠炎造模实操关键点与常见误区

葡聚糖硫酸钠（DSS）诱导结肠炎是炎症性肠病（IBD）研究中应用最广泛的动物模型，该模型操作简便、造模周期短，可模拟人类溃疡性结肠炎黏膜破损、炎症浸润等核心病理特征。但在实际实验中，很多课题组会遇到炎症程度不稳定、组间差异过大、死亡率不可控、重复实验无法复现结果等问题。模型成败并非只看浓度一个参数，DSS 试剂本身、实验动物选择、饲养环境、操作流程、评价体系都会显著影响最终实验数据PMC。结合多篇经典文献与实操经验，梳理造模过程中需要把控的核心要点。

DSS 属于硫酸化阴离子多糖，分子量直接决定致炎能力，大量文献证实，36‑50 kDa 是小鼠结肠炎造模的最优分子量区间PMC。5 kDa 的低分子量 DSS 仅能诱发轻微炎症，而 500 kDa 以上大分子 DSS 几乎不会造成结肠黏膜损伤，即便提高浓度也无法构建有效模型PMC。不少新手只关注浓度，忽略分子量参数，直接导致造模失败。

除分子量外，不同厂家、同一厂家不同生产批次的 DSS 致炎活性存在明显差异。文献报道中 2.5%、3% 这类常用浓度，只具备参考意义，不能直接照搬至自己实验室。新批次 DSS 投入正式实验之前，一定要开展小样本预实验，摸索适合本实验室动物的工作浓度，避免正式实验出现全组死亡或几乎无炎症的极端情况PMC。

溶液配制建议使用无菌去离子水充分搅拌溶解，可经 0.22 μm 滤膜过滤，去除不溶杂质，防止堵塞饮水瓶吸管；DSS 水溶液不宜长期存放，一般每 1‑2 天更换一次新鲜配制溶液，避免溶液降解改变实际造模效力。

不同近交系小鼠对 DSS 的炎症反应差异十分显著，根源在于遗传背景介导的免疫偏向不同。

- C57BL/6 小鼠：Th1/Th17 免疫偏向，对 DSS 较为敏感，构建急性结肠炎多选用 1.5‑3.0%（w/v）浓度，是绝大多数研究的首选，也便于和各类基因编辑小鼠配套使用PMC。

- BALB/c 小鼠：偏向 Th2 免疫应答，耐受性更高，想要获得和 C57BL/6 同等炎症水平，浓度往往需要提升至 2.5‑5.0%，更适合黏膜修复方向研究，较难构建稳定慢性炎症表型PLOS。

周龄优先选择 6‑8 周龄，体重 20‑25 g 的小鼠。周龄过小，饮水量偏低，DSS 摄入总量不足，炎症发作延迟；周龄过大，机体炎症应答减弱，个体离散度增加，都会降低实验重复性PMC。

性别方面，雄性小鼠炎症表现通常更剧烈、组内个体差异更小；雌性小鼠受雌激素、发情周期干扰，DAI 评分波动更大。若必须使用雌性小鼠，要保证各组发情周期尽量统一，且所有实验组、对照组性别配比完全一致，不可雌雄混杂分组后不做统计学校正PMC。

肠道微生物是极易被忽略的关键因素。无菌条件下 DSS 诱导产生的炎症会显著减弱；不同供应商来源小鼠，携带的螺杆菌、分节丝状菌等条件微生物不一样，即便品系相同，造模结果也会拉开差距。建议同一整套实验全部使用同一供应商、同一批次动物，对照组和实验组采用同窝对照，降低菌群带来的实验偏倚PMC。

急性结肠炎模型是最常使用的类型，经典方案为自由饮用 DSS 溶液持续 5‑8 天，C57BL/6 常用 2‑3% 浓度；造模结束可直接取材，也可以切换回正常饮水观察黏膜修复过程PMC。注意不要单纯追求高炎症而盲目提升浓度，浓度过高会出现大量动物提前死亡，样本大量丢失。

慢性复发性结肠炎，一般采用循环给药模式：DSS 饮用 7 天，切换无菌正常饮水 7‑10 天，重复 3‑5 个循环，浓度相比急性模型适当下调（1.5‑2.5% 区间），以此模拟人类 IBD 反复发作、迁延不愈，后期可观察肠壁纤维化、炎性息肉等慢性病理改变。

1. 全部小鼠统一自由饮水给药，尽量不采用单只灌胃；需要定期检查饮水瓶，排查漏水、吸管堵塞，保证每只小鼠 DSS 摄入条件均等，必要时记录饮水量作为辅助参考指标PMC。

2. 笼具更换尽量做到全组同步，避免部分笼换、部分笼不换，减少环境应激干扰；不建议每日频繁换笼，小鼠食粪行为会影响肠道稳态，频繁换笼带来的应激也会改变炎症严重程度PMC。

3. 造模全程饲料批次不能随意更换，饮食成分变化会干扰肠道屏障状态，带来混杂因素。

实验期间固定每日同一时间记录体重、粪便性状、便血情况，采用 Cooper 建立的疾病活动指数 DAI综合评价炎症严重程度，评分包含体重下降百分比、粪便性状、粪便出血三项，DAI 分数越高代表疾病活动度越高，是本模型最通用的临床评价手段。

1. DAI 属于临床表型指标，临床评分和组织病理损伤并不完全绝对一一对应，尤其是慢性模型，部分小鼠 DAI 已经回落，但结肠切片仍可见明显炎症浸润，最终结果必须结合结肠长度、组织病理学切片评分共同判断，不能只依靠 DAI 下结论PMC。

2. 严格遵守动物伦理，提前设定人道终点。当小鼠体重下降超过 20%、严重血便、弓背蜷缩、活动能力显著下降，需要按照伦理方案及时安乐处死，不允许强行继续造模，避免动物过度痛苦，同时也避免濒死动物样本炎症指标失真PMC。

造模终点解剖取材，需要测量结肠总长度，DSS 诱导结肠炎会出现结肠缩短，是直观宏观指标；之后固定结肠组织做病理切片，评估黏膜上皮破损、杯状细胞丢失、炎症细胞浸润、隐窝破坏情况，病理切片才是判断模型构建是否成功的金标准PubMed。

仅出现体重轻微波动、粪便变软，但切片看不到黏膜破坏和大量炎症浸润，不能视为造模成功。部分实验会同步检测结肠组织 TNF‑α、IL‑1β、IL‑6 等炎症因子 mRNA 或蛋白水平作为辅助佐证指标PMC。

1. DSS 分子量不对，或者新批次没有做预实验，浓度过高 / 过低；

2 动物品系、周龄、性别混杂，不同来源小鼠混在一起实验；

3. DSS 溶液长时间不更换，饮水瓶堵塞漏水，个体摄入不均；

4. 环境应激、笼具操作不一致，肠道菌群差异带来巨大组间离散；

5. 仅靠 DAI 评分，不做组织病理，误判模型是否成立。

DSS 模型门槛低，但想要稳定复现结果，需要把上述多个变量控制到位。参考文献方案只能作为起点，最终条件一定要适配自己实验室动物与试剂条件，预实验是减少正式实验损失最有效的手段。

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